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Die Bestimmung der Konzentration des Sauerstoffgehalts amperometrisch (Stromfluss) mittels Elektroden. Die Clark-Elektrode besteht aus Kathode und Anode, die über einen flüssigen Elektrolyten (KCI/KOH-Lösung) miteinander leitend verbunden sind. Dabei werden Edelmetalle wie Platin oder Gold für die Kathode gewählt und Silber für die Anode. Die gasdurchlässige Membran trennt das Elektrodenpaar von der Messlösung. Der Sauerstoff diffundiert durch die Membran in die Messzelle und wird an der Kathodenoberfläche unter Bildung von Hydroxidionen reduziert.

Aus diesen chemischen Reaktionen resultiert ein Strom, der proportional zum Sauerstoffpartialdruck  ist. Die Sauerstoffelektrode verbraucht laufend Sauerstoff, der aus der Messlösung herausgelöst wird. Nach dem Gesetz von Henry kann unter Beachtung des Sauerstofflöslichkeitskoeffizienten im Medium die Sauerstoffkonzentration bestimmt werden [1].     

Mittels des gemessenen Stroms und der Temperatur wird die Sauerstoffkonzentration berechnet.

Elektroden mit Schutzringelektrode zeichnen sich durch eine verkürzte Ansprechzeit aus (Hach Lange).

Elektroden mit saurem Elektrolyten (Hamilton) zeigen eine bessere Stabilität bei Messungen in karbonisierten Medien.

Die Grundlage der O₂-Messung ist eine Messung der Fluoreszenz einer sauerstoffempfindlichen Schicht. Fluoreszenz, ist die Emission von Licht durch eine Substanz, die Licht oder andere elektromagnetische Strahlung absorbiert hat. Diese Technologie verbraucht keinen Sauerstoff. Daher ist in langsamer oder stagnierender Flüssigkeit kein Rühren erforderlich. Die Fluoreszenz ändert sich abhängig vom Sauerstoff-Partialdruck. Anhand des gemessenen Sauerstoff-Partialdrucks und der gemessenen Temperatur wird die Menge an gelöstem Sauerstoffgas in der Flüssigkeit berechnet. Der Sauerstoffsensor ermittelt den O₂-Gehalt der Flüssigkeit mittels einer optischen Messung nach dem Lumineszensverfahren, wobei eine sauerstoffempfindliche Schicht mit blauem Licht bestrahlt wird. Dadurch werden die Moleküle in der sauerstoffempfindlichen Schicht in einen angeregten Zustand gebracht. Bei Abwesenheit von Sauerstoff leuchten die Moleküle rot auf. Ist Sauerstoff anwesend, kollidiert er mit den Molekülen in der sauerstoffempfindlichen Schicht. Die mit dem Sauerstoff kollidierenden Moleküle leuchten nicht mehr. Aufgrund dieses Verhaltens besteht ein Zusammenhang zwischen der Sauerstoffkonzentration und sowohl der Lichtintensität als auch der Geschwindigkeit der Abnahme der Lichtintensität. Die Lichtintensität nimmt mit höheren Sauerstoffkonzentrationen ab, wobei die Geschwindigkeit der Intensitätsabnahme steigt. Anhand des Zeitunterschiedes zwischen Bestrahlen und Aufleuchten (Phasenverschiebung) unter Produkttemperatur wird der Sauerstoffwert berechnet.

 Der Aufbau erlaubt es, mit einer Photodiode den Zustand der blauen LED zu überwachen. Eine andere Photodiode – mit rotem Filter – misst das sauerstoffabhängige rote Licht.Dieses entsteht am Luminophor durch Lumineszenz (Fluoreszenz) nach Anregung durch blaues Licht. Dabei werden Elektronen des Luminophor auf ein höheres Energieniveau gepumpt und fallen unter Abstrahlung roten Lichts wieder auf ihr Ursprungsniveau ab.

Die Osmolalität gibt die Teilchenanzahl osmotisch aktiven Substanzen pro Kilogramm Lösungsmittel (in der Regel Wasser) an. Größe oder Art der Teilchen sind für den osmotischen Druck bedeutungslos, einzig die Zahl der Teilchen (Kationen, Anionen, Zucker, org. Säuren, Aminosäuren, Proteine, Ethanol, etc.) ist entscheidend. Durch die gelösten Bestandteile wird der Gefrierpunkt einer wässrigen Lösung verglichen mit reinem Wasser herabgesetzt. Diese Gefrierpunktserniedrigung ist proportional der Zahl der gelösten Teilchen. Die Messung des Gefrierpunktes einer Lösung ermöglicht daher die Berechnung der Konzentration an gelösten Teilchen. Die Gefrierpunktserniedrigung fällt umso größer aus, je mehr gelöste Teilchen in der Lösung sind.

Glucose wird durch das Enzym Hexokinase (HK) und Adenosin-5’-triphosphat (ATP) zu Glucose-6-phosphat phosphoryliert:

\(\text{Glucose + ATP} \space ^{\underrightarrow{\text{HK}}} \space \text{G-6-P + ADP}\)

In Gegenwart des Enzymes Glucose-6-Phosphat-Dehydrogenase (G6P-DH) wird G-6-P von Nicotinamid-Adenin-Dinucleotidphosphat (NADP⁺) zu Gluconat-6-phosphat oxidiert. Es entsteht reduziertes Nicotinamid-Adenin-Dinucleotidphosphat (NADP + H⁺):

\(\text{G-6-P + NADP}^+ \space ^{\underrightarrow{\text{G6P-DH}}} \space \text{Gluconate-6-Phosphate + NADP + H}^+\)

Die während der Reaktion gebildete NADPH-Menge ist der Glucosemenge äquivalent. NADPH ist Messgröße und wird aufgrund seiner Absorption bei 340 nm bestimmt.

Hinweis:

Alternativ kann auch NAD⁺/NAD + H⁺ statt NADP⁺/NADP+ H⁺ verwendet werden:

\(\text{G-6-P + NAD}^+ \space ^{\underrightarrow{\text{G6P-DH}}} \space \text{Gluconate-6-Phosphate + NAD + H}^+\)

​Glucose und Fructose werden durch das Enzym Hexokinase (HK) und Adenosin-5’-triphosphat (ATP) zu Glucose-6-phosphat phosphoryliert:

\(\text{Glucose + ATP} \space ^{\underrightarrow{\text{HK}}} \space \text{G-6-P + ADP}\)

\(\text{Fructose + ATP} \space ^{\underrightarrow{\text{HK}}} \space \text{F-6-P + ADP}\)

In Gegenwart des Enzymes Glucose-6-Phosphat-Dehydrogenase (G6P-DH) wird G-6-P von Nicotinamid-Adenin-Dinucleotidphosphat (NADP⁺) zu Gluconat-6-phosphat oxidiert. Es entsteht reduziertes Nicotinamid-Adenin-Dinucleotidphosphat (NADP + H⁺):

\(\text{G-6-P + NADP}^+ \space ^{\underrightarrow{\text{G6P-DH}}} \space \text{Gluconate-6-Phosphate + NADP + H}^+\)

Die während der Reaktion gebildete NADP + H⁺-Menge ist der Glucosemenge äquivalent. NADP + H⁺ ist Messgröße und wird aufgrund seiner Absorption bei 340 nm bestimmt.

Nach Ablauf der Reaktion wird F-6-P durch Phosphoglucose-Isomerase (PGI) in G-6-P überführt:

\(\text{F-6-P} \space ^{\underrightarrow{\text{PGI}}} \space \text{G-6-P}\)

Die während der Reaktion gebildete NADP + H⁺-Menge ist der Fructosemenge äquivalent. NADP + H⁺ ist Messgröße und wird aufgrund seiner Absorption bei 340 nm bestimmt.

Hinweis:

Alternativ kann auch NAD⁺/NAD + H⁺ statt NADP⁺/NADP+ H⁺ verwendet werden:

\(\text{G-6-P + NAD}^+ \space ^{\underrightarrow{\text{G6P-DH}}} \space \text{Gluconate-6-Phosphate + NAD + H}^+\)

Der D-Glucosegehalt wird vor und nach enzymatischer Hydrolyse der Saccharose bestimmt. D-Fructose wird im Anschluss an die D-Glucose-Bestimmung gemessen.

D-Glucose/D-Fructose-Bestimmung vor Inversion:

Glucose und Fructose werden durch das Enzym Hexokinase (HK) und Adenosin-5’-triphosphat (ATP) zu Glucose-6-phosphat (G-6-P) phosphoryliert:

\(\text{Glucose + ATP} \space ^{\underrightarrow{\text{HK}}} \space \text{G-6-P + ADP}\)

\(\text{Fructose + ATP} \space ^{\underrightarrow{\text{HK}}} \space \text{F-6-P + ADP}\)

In Gegenwart des Enzymes Glucose-6-Phosphat-Dehydrogenase (G6P-DH) wird G-6-P von Nicotinamid-Adenin-Dinucleotidphosphat (NADP⁺) zu Gluconat-6-phosphat oxidiert. Es entsteht reduziertes Nicotinamid-Adenin-Dinucleotidphosphat (NADP + H⁺):

\(\text{G-6-P + NADP}^+ \space ^{\underrightarrow{\text{G6P-DH}}} \space \text{Gluconate-6-Phosphate + NADP + H}^+\)

Die während der Reaktion gebildete NADP + H⁺-Menge ist der Glucosemenge äquivalent. NADP + H⁺ ist Messgröße und wird aufgrund seiner Absorption bei 340 nm bestimmt.

Nach Ablauf der Reaktion wird F-6-P durch Phosphoglucose-Isomerase (PGI) in G-6-P überführt:

\(\text{F-6-P} \space ^{\underrightarrow{\text{PGI}}} \space \text{G-6-P}\)

G-6-P reagiert wiederum mit NADP⁺ unter Bildung von Gluconat-6-Phosphat und NADP + H⁺. Die zusätzlich gebildete NADP + H⁺-Menge ist der Fructosemenge äquivalent und wird aufgrund seiner Absorption bei 340 nm photometrisch bestimmt.

Enzymatische Inversion:

Saccharose wird durch das Enzym β-Fructosidase (Invertase) bei pH 4,6 zu Glucose und Fructose hydrolysiert:

\(\text{Saccharose + H}{_2}\text{O} \space ^{\underrightarrow{\text{β-Fructosidase}}} \space \text{Glucose + Fructose}\)

Die D-Glucose-Bestimmung nach Inversion (Gesamt D-Glucose) erfolgt wie oben beschrieben.

Aus der Differenz der Glucose-Konzentration vor und nach enzymatischer Inversion wird der Gehalt an Saccharose berechnet.